Zusatzstoffe in Kosmetika

Simultane Bestimmung von 15 Konservierungsstoffen in Kosmetika

von Dr. Dirk Hansen

Im Jahr 1969 stellte die amerikanische FDA fest, dass von 169 untersuchten Kosmetikprodukten 20 % mikrobiologisch belastet waren. Seit dieser Untersuchung werden Kosmetika antibakterielle Zusatzstoffe hinzugefügt, um einer solchen Verkeimung vorzubeugen. Was seinerzeit zum Schutz der Verbraucher gefordert wurde, steht mittlerweile im Verdacht, Allergien auszulösen oder andere Schädigungen hervorzurufen. Aus diesem Grund schreibt die Deutsche Kosmetikverordnung („Verordnung über kosmetische Mittel“, KVO) vor, welche Zusatzstoffe und in welchen Konzentrationen diese eingesetzt werden dürfen.

In den vergangenen Jahren hat auch das Angebot an Kosmetika zugenommen, die damit beworben werden, dass Sie frei von Konservierungsstoffen sind. Die Labors der Verbraucherschutzbehörden sollen gewährleisten, dass die Vorgaben der KVO eingehalten werden. Außerdem sollen die Verbraucher vor falsch deklarierten Kosmetika geschützt werden.
Im vorliegenden Artikel wird eine schnelle HPLC-Methode zur simultanen Bestimmung von 15 Konservierungsstoffen beschrieben. Bei der simultanen Bestimmung von mehreren Inhaltstoffen aus Kosmetika ist es wichtig, dass die eingesetzten HPLCSäulen neben der geeigneten Selektivität auch über eine hohe Peakkapazität verfügen. Damit wird sichergestellt, dass die Zielanalyten von allen anderen Inhaltsstoffen abgetrennt werden. Nur dadurch ist es später möglich, die Zielanalyten mit ausreichender Genauigkeit zu quantifizieren.
Ziel der Methodenentwicklung war es, eine Methode zu finden, die es erlaubt, möglichst viele der gängigen Konservierungsstoffe wie zum Beispiel Parabene, Sorbinsäure und Salicylsäure in einem analytischen Lauf zu erfassen. Weiterhin sollte die Laufzeit so gewählt sein, dass möglichst viele Proben pro Arbeitstag analysiert werden können. Zu diesem Zweck wurden verschiedene Trennmaterialien und Laufmittelbedingungen evaluiert, um eine geeignete Kombination zu finden. Ein weiteres Kriterium bei der Methodenentwicklung war die Anforderung, dass die Methode mit allen gängigen HPLC-Systemen nachgestellt werden kann. Die nachfolgend beschriebene Methode wurde auf einen HP 1100 HPLC-System von Agilent entwickelt.

Experimenteller Teil

Es wurden Stammlösungen der einzelnen Analyten in Acetonitril angesetzt. Die jeweiligen reinen Stammlösungen dienten der Signalzuordnung. Für die Entwicklung des Gradienten wurde eine Lösung mit allen Analyten eingesetzt. Die Konzentration der Analyten lag bei 50 ?g/mL. Um alle Analyten – auch in nicht ionisierter Form – in der Untersuchungslösung vorliegen zu haben, wurde die mobile Phase mit 0,1 % Trifluoressigsäure (TFA) versetzt. Laufmittelkomponente A war 0,1 % TFA in Wasser. Laufmittelkomponente B war 0,1 % TFA in Acetonitril. Der Gradient verlief innerhalb von 20 Minuten von 15 % B nach 85 % B. Die Flussrate betrug 1,5 ml/min. Die Säulenofentemperatur war auf 30 °C eingestellt. Die Detektion erfolgte mit einem UV-Detektor bei einer Wellenlänge von 214 nm.

Ergebnisse

Die beste Trennleistung für die 15 ausgewählten Analyten wurde auf einer Kinetex 2,6 ?m XB-C18- Säule in den Dimensionen 100 x 4,6 mm erzielt (Abb.). Bei der Kinetex-Säule handelt es sich um eine mit Core-Shell-Material gepackte Säule. Core-Shell- Materialien bestehen aus einem unporösen Kieselgelkern, auf den eine poröse Kieselgelschicht aufgebracht ist. Im Fall der eingesetzten Kinetex 2,6 ?m XB-C18-Säule ist diese poröse Schicht 0,35 ?m stark. Nur diese dünne Schicht steht für Wechselwirkungen der Analyten mit der stationären Phase zur Verfügung. Dies hat zur Folge, dass der Massentransfer beschleunigt ist und eine geringere Peakverbreiterung infolge unterschiedlicher Diffusionswege durch die poröse Schicht erzielt wird. Im Falle der Kinetex XB-C18 handelt es sich um eine mit Isobutyl-Seitenketten sterisch abgeschirmte Octadecylsilylphase. Diese zeigt gegenüber polaren Analyten, die Wechselwirkungen mit dem Basiskieselgel aufweisen, teilweise eine andere Selektivität als klassische C18-Phasen. Die Gradienten(lauf)zeit belief sich auf 20 Minuten, in der auch Triclosan und Triclocarban getrennt wurden. Die Peakkapazität für die Trennung mit der Kinetex Core-
Shell-Säule betrug 445, während die Ergebnisse für klassische vollporöse Materialien bei 312 lagen. Diese um 42 % höhere Peakkapazität erlaubt es dem Analytiker, die Analyten besser von anderen Probenbestandteilen zu trennen. Die Bestimmung der Peakkapazität erfolgte gemäß der Formel P = 1 + tG/w, wobei tG für die Gradientenzeit steht und w für die durchschnittliche Peakbreite an der Basislinie. Mit einer entsprechenden Probenvorbereitung kann dieser Vorteil auch dazu genutzt werden, die Gesamtlaufzeit zu verkürzen und damit den Probendurchsatz zu erhöhen.
Die höhere Peakkapazität der Kinetex Core-Shell-Säule beruht auf dem – im Vergleich mit vollporösen Kieselgelen gepackten Säulen – schnelleren Massetransfer in und aus der porösen Kieselgelschicht. Die dadurch erzielten geringeren Peakbreiten, die automatisch zu einer erhöhten Peakkapazität führen, gehen zusätzlich mit einer größeren Signalintensität einher. Diese ermöglicht es auch, geringe Konzentration an schädlichen oder nicht deklarierten Konservierungsstoffen nachzuweisen.

Zusammenfassung

Die vorgestellte Methode erlaubt die simultane Bestimmung von 15 Konservierungsstoffen, die in der Deutschen Kosmetikverordnung aufgeführt sind. Die Methode wurde mit dem Ziel entwickelt, die bestmögliche Ausgewogenheit zwischen Auftrennung und Laufzeit zu erzielen. Die eingesetzte Kinetex 2,6 ?m XB-C18-Säule lieferte eine ausgezeichnete Peakkapazität in Verbindung mit einem Standard-HPLC-System und UV-Detektion.

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